Introducción: obtener una muestra fiable también forma parte del diagnóstico
En la primera parte vimos cuándo está indicado obtener hemocultivos, cuántos sets necesitamos, qué volumen debemos intentar conseguir y desde qué punto deben extraerse.
Pero tomar la decisión correcta es solo la mitad del proceso.
Una vez establecida la indicación, el siguiente reto es conseguir que la muestra que llega al laboratorio represente realmente lo que está ocurriendo en la sangre del paciente.
Porque un hemocultivo no es útil únicamente por haber sido extraído.
Su rendimiento diagnóstico depende también de cómo se realiza la antisepsia, del volumen de sangre inoculado, de la manipulación de los frascos, del sistema de extracción utilizado, de la correcta identificación de cada muestra y de que todo el procedimiento se realice manteniendo una técnica rigurosa.
Un error aparentemente pequeño puede cambiar el resultado.
La contaminación durante la extracción puede provocar el crecimiento de microorganismos que no estaban produciendo una bacteriemia real. Esto puede generar nuevas pruebas, repetición de hemocultivos, antibioterapia innecesaria, prolongación de la estancia hospitalaria e incluso dificultades para interpretar posteriormente si el paciente presenta o no una verdadera infección del torrente sanguíneo.
En el extremo contrario, una técnica inadecuada, un volumen insuficiente o determinadas condiciones de obtención pueden disminuir la sensibilidad de la prueba y dificultar la detección del microorganismo responsable.
Por eso, en Urgencias, extraer correctamente un hemocultivo no es simplemente cumplir una técnica de enfermería: forma parte de la calidad del proceso diagnóstico.
En esta segunda parte vamos a revisar de forma práctica:
- cómo preparar correctamente la extracción;
- qué antiséptico utilizar y por qué es importante respetar su tiempo de secado;
- cómo desinfectar los frascos;
- qué frasco debe inocularse primero según el sistema de extracción;
- qué hacer cuando necesitamos obtener simultáneamente hemocultivos y analítica;
- cómo controlar el volumen de sangre;
- qué errores aumentan el riesgo de contaminación;
- y qué medidas permiten mejorar la calidad de los hemocultivos obtenidos en Urgencias.
Porque conseguir un buen resultado microbiológico empieza mucho antes de que el frasco llegue al laboratorio.
Empieza en el momento de la extracción.
Preparar el material antes de empezar
Antes de realizar la venopunción conviene tener preparado todo el material necesario para completar la extracción sin interrupciones.
En Urgencias es fácil que una técnica aparentemente sencilla se fragmente: falta un frasco, hay que buscar una etiqueta, no tenemos preparado el antiséptico o descubrimos después de canalizar la vena que también era necesario obtener una analítica. Cada interrupción añade manipulaciones y aumenta la posibilidad de romper las condiciones de asepsia.
Por eso, antes de empezar debemos comprobar al menos
- identidad del paciente, utilizando los identificadores establecidos por el centro;
- número de sets de hemocultivos que deben obtenerse;
- tipo de frascos necesarios;
- sistema de extracción que vamos a utilizar;
- material de venopunción;
- antiséptico cutáneo;
- alcohol isopropílico al 70 % u otro producto indicado por el protocolo para la desinfección del septum de los frascos;
- guantes y material necesario para mantener una técnica adecuada;
- gasas, apósito y sistema de eliminación de material punzante;
- etiquetas o sistema de identificación de las muestras;
- y, si además se necesita analítica, los tubos correspondientes y el orden de extracción previsto.
El CDC recomienda que la obtención de hemocultivos forme parte de un procedimiento estandarizado que incluya, entre otros elementos, la correcta identificación del paciente, la antisepsia del punto de venopunción y la desinfección del septum de los frascos antes de la inoculación.
La preparación previa tiene además otra ventaja: permite decidir cómo vamos a realizar la extracción antes de pinchar.
No es lo mismo utilizar una palomilla conectada directamente a los frascos que obtener la sangre mediante jeringa. Tampoco es igual extraer únicamente hemocultivos que aprovechar la misma venopunción para obtener hemograma, bioquímica o coagulación. Estas decisiones modificarán posteriormente el orden de llenado y la forma de manejar el sistema.
La evidencia disponible muestra que la estandarización de la técnica de obtención puede reducir de forma relevante la contaminación de los hemocultivos. Una revisión sistemática de la American Society for Microbiology encontró una reducción aproximada del 56 % en las tasas de contaminación con procedimientos estandarizados que incorporaban medidas de técnica estéril.
Por tanto, preparar previamente el material no es únicamente una cuestión de organización.
Es el primer paso de la técnica aséptica.
Antisepsia de la piel: producto, técnica, secado y qué ocurre si volvemos a palpar
La contaminación de un hemocultivo suele producirse cuando microorganismos presentes en la piel alcanzan accidentalmente la muestra durante la venopunción.
Por eso, la antisepsia cutánea es uno de los puntos críticos de la técnica. Pero no basta con elegir un buen antiséptico: también debemos decidir cómo vamos a mantener la asepsia desde que preparamos la piel hasta que realizamos la punción.
¿Qué antiséptico debemos utilizar?
En adultos, la clorhexidina constituye actualmente una de las opciones preferentes para la antisepsia cutánea previa a la obtención de hemocultivos, habitualmente en formulaciones alcohólicas cuando no existe contraindicación y de acuerdo con el producto disponible y el protocolo del centro.
La evidencia disponible respalda esta elección. Una revisión sistemática y metaanálisis de la American Society for Microbiology encontró que la utilización de clorhexidina para la preparación de la piel se asociaba con una reducción aproximada del 56 % de la contaminación de los hemocultivos respecto a las prácticas comparadoras incluidas en los estudios.
Esto no significa que cualquier solución de clorhexidina deba utilizarse de la misma manera ni que no existan alternativas. Las concentraciones, la combinación con alcohol, los tiempos de aplicación y las contraindicaciones dependen del preparado utilizado.
Cuando la clorhexidina no pueda emplearse —por ejemplo, por hipersensibilidad conocida— deberán utilizarse las alternativas establecidas en el protocolo del centro y en las instrucciones del producto.
El antiséptico necesita tiempo para actúar
Uno de los errores más frecuentes consiste en aplicar el producto e iniciar inmediatamente la venopunción.
La solución debe permanecer en contacto con la piel durante el tiempo indicado y debe dejarse secar completamente antes de puncionar, especialmente cuando contiene alcohol.
No debemos acelerar el secado soplando, abanicar la zona ni secarla posteriormente con una gasa, porque estas maniobras pueden comprometer la preparación realizada.
La secuencia correcta es:
aplicar el antiséptico → respetar el tiempo de actuación → dejar secar completamente → mantener la zona protegida hasta la punción.
Después de la antisepsia, ¿podemos volver a palpar la vena?
Aquí existe una cuestión importante porque no todos los procedimientos utilizan exactamente la misma estrategia aséptica.
En la práctica pueden emplearse dos enfoques.
Técnica aséptica sin contacto: ANTT
En una aseptic non-touch technique (ANTT), la vena se localiza antes de realizar la antisepsia y, una vez preparada la piel, el punto de punción no vuelve a tocarse.
En estas condiciones pueden utilizarse guantes limpios no estériles, porque las manos enguantadas no entran en contacto con la zona antiseptizada ni con las partes críticas del sistema.
La lógica es sencilla:
si no tocamos la zona preparada, no necesitamos que el elemento que no va a tocarla sea estéril.
Este enfoque obliga a localizar correctamente la vena antes de aplicar el antiséptico y a mantener una técnica realmente non-touch durante la punción.
Técnica estéril con repalpación
En determinados procedimientos se utiliza campo estéril y guantes estériles.
En este caso, si después de realizar la antisepsia necesitamos volver a localizar la vena mediante palpación, puede hacerse manteniendo la esterilidad del procedimiento.
La diferencia fundamental no está en el gesto de palpar en sí, sino en con qué estamos tocando la zona antiseptizada.
Palpar nuevamente con un guante no estéril puede recontaminar la piel.
Palpar con guantes estériles dentro de una técnica estéril correctamente mantenida no introduce esa misma contaminación.
¿Cuál de las dos técnicas es correcta?
La evidencia no obliga a utilizar una única estrategia universal.
La revisión de la ASM de 2024 encontró que los protocolos que incorporaban técnica estéril estandarizada reducían la contaminación de los hemocultivos aproximadamente un 56 %. Entre los estudios incluidos había intervenciones con guantes estériles, campo estéril, kits estériles y procedimientos estructurados.
Pero esto no significa que todos los hemocultivos requieran necesariamente campo y guantes estériles si puede mantenerse una técnica aséptica sin contacto.
Por tanto, pueden existir dos estrategias válidas según el procedimiento institucional:
ANTT: guantes limpios no estériles + no volver a tocar el punto después de la antisepsia.
Técnica estéril: guantes estériles y campo estéril + posibilidad de repalpar manteniendo la asepsia.
Lo que no resulta correcto es una tercera posibilidad muy frecuente:
realizar la antisepsia y después volver a palpar la vena con guantes no estériles.
Lo importante no es solo qué guantes utilizamos
Centrar toda la discusión en “guantes estériles sí o no” puede hacer que perdamos de vista lo esencial.
La prevención de la contaminación depende de un conjunto de medidas:
- antisepsia adecuada;
- tiempo de contacto suficiente;
- secado completo;
- mantenimiento de la zona preparada;
- mínima manipulación;
- y una técnica consistente desde el inicio hasta la punción.
El objetivo final es que la piel antiseptizada no vuelva a contaminarse antes de introducir la aguja.
Idea clave:
Después de la antisepsia podemos seguir dos estrategias: no volver a tocar el punto mediante una técnica ANTT, o mantener una técnica estéril que permita repalpar con guantes estériles.
Lo importante no es memorizar “se puede” o “no se puede tocar”.
Lo importante es comprender si el contacto que realizamos mantiene o rompe la asepsia.
La técnica importa tanto como el producto
Utilizar clorhexidina no garantiza por sí solo un hemocultivo de calidad.
Una buena antisepsia exige combinar:
- elección adecuada del antiséptico;
- aplicación sobre una superficie suficientemente amplia;
- técnica correcta de aplicación según el producto;
- respeto del tiempo de contacto;
- secado completo;
- y ausencia de nuevas manipulaciones sobre el punto preparado.
El CDC recuerda que la fiabilidad del hemocultivo depende del cumplimiento del procedimiento de obtención y que las bacterias y hongos comensales de la piel pueden generar falsos positivos cuando contaminan la muestra.
Por eso, cuando hablamos de prevención de la contaminación, no basta con preguntarnos:
“¿Hemos utilizado clorhexidina?”
La pregunta correcta es:
“¿Hemos realizado correctamente toda la antisepsia y hemos mantenido después la zona sin contaminar?”
Idea clave:
El mejor antiséptico pierde parte de su utilidad si no respetamos su tiempo de actuación, no esperamos a que se seque o volvemos a tocar el punto de punción después de preparar la piel.
Desinfección del septum de los frascos
La antisepsia de la piel no es la única medida destinada a evitar la contaminación del hemocultivo.
El septum de goma del frasco también puede convertirse en una fuente de contaminación si se manipula sin una desinfección adecuada antes de inocular la sangre.
Los frascos suelen disponer de una cubierta protectora que debe retirarse antes de utilizarlos. Pero esa protección no significa que la superficie que vamos a perforar deba considerarse estéril en el momento de la extracción.
Por ello, antes de inocular la muestra, el septum debe desinfectarse de forma específica.
¿Cómo debemos hacerlo?
Una secuencia práctica sería:
- retirar la cubierta protectora del frasco;
- desinfectar cuidadosamente toda la superficie del septum con alcohol isopropílico al 70 % o con el producto indicado por el protocolo del centro;
- realizar una fricción adecuada sobre la superficie;
- dejar secar completamente;
- y evitar volver a tocar el septum antes de inocular la sangre.
Una vez desinfectado, debemos considerar esa superficie como parte del campo preparado.
Por tanto, no tiene sentido desinfectar el septum y después tocarlo nuevamente con los dedos, apoyarlo contra superficies contaminadas o manipularlo innecesariamente antes de la inoculación.
El secado también importa
Al igual que ocurre con la antisepsia cutánea, no debemos pasar el alcohol e introducir inmediatamente la aguja o el dispositivo de transferencia.
El antiséptico necesita tiempo de contacto y debe permitirse que la superficie se seque antes de perforarla.
No es necesario secarla posteriormente con una gasa: hacerlo añadiría una nueva manipulación y podría volver a contaminar el punto preparado.
¿Podemos utilizar clorhexidina para el septum?
Aquí es importante diferenciar la antisepsia de la piel de la del frasco.
Para la piel pueden utilizarse preparaciones de clorhexidina adecuadas según el protocolo y las características del paciente. Para el septum del frasco, en cambio, debemos seguir las instrucciones del fabricante y el procedimiento establecido por Microbiología.
Como referencia general, el CDC especifica alcohol isopropílico al 70 % para la desinfección del septum de los frascos de hemocultivo.
Esto tiene además una ventaja práctica: evita asumir que todos los antisépticos utilizados sobre la piel son igualmente apropiados para la superficie del frasco.
Un detalle pequeño con consecuencias importantes
Cuando hablamos de contaminación de hemocultivos solemos pensar inmediatamente en la piel del paciente.
Sin embargo, el proceso tiene más de un posible punto de entrada de microorganismos.
El propio CDC incluye la desinfección de los frascos de hemocultivo entre las estrategias que deben revisarse cuando una institución detecta tasas elevadas de contaminación.
Por eso, preparar correctamente el septum no debe considerarse un gesto opcional ni una formalidad previa a llenar el frasco.
Forma parte de la técnica aséptica de obtención del hemocultivo.
Idea clave:
Retirar la cubierta del frasco no convierte automáticamente el septum en una superficie lista para perforar. Antes de inocular la sangre, debe desinfectarse y dejarse secar, evitando cualquier nueva manipulación posterior.
Extracción paso a paso mediante venopunción
Una vez preparado el material, realizada la antisepsia de la piel y desinfectados los septos de los frascos, puede iniciarse la extracción.
La venopunción periférica directa continúa siendo la técnica de referencia para la obtención de hemocultivos porque permite obtener una muestra con menor riesgo de contaminación que la extracción desde un catéter previamente utilizado.
El objetivo no es únicamente conseguir sangre.
Debemos obtenerla sin introducir microorganismos ajenos a la circulación del paciente, con un volumen suficiente y manteniendo la trazabilidad de cada muestra.
1. Identificar el punto de venopunción
Antes de realizar la antisepsia definitiva debe localizarse cuidadosamente la vena que vamos a utilizar.
Esto permite evitar manipulaciones posteriores sobre la piel ya preparada.
Siempre que sea posible, cada set debe obtenerse mediante una venopunción periférica independiente, porque disponer de muestras procedentes de puntos diferentes aumenta el rendimiento diagnóstico y facilita posteriormente la interpretación de un posible contaminante.
2. Realizar la antisepsia y dejar secar completamente
Una vez elegida la vena, se realiza la antisepsia cutánea según el producto y protocolo establecidos.
Después debemos esperar a que el antiséptico se seque completamente.
A partir de ese momento, el punto preparado no debe volver a palparse de forma rutinaria.
Si necesitamos volver a tocar la zona para localizar la vena, debemos considerar que la antisepsia puede haberse comprometido y restablecer las condiciones adecuadas antes de realizar la punción.
3. Realizar la venopunción
La punción se realiza utilizando el sistema de extracción previsto.
En urgencias pueden utilizarse diferentes dispositivos:
- palomilla conectada a un sistema cerrado de extracción;
- aguja convencional;
- sistemas de vacío;
- o jeringa, cuando la situación clínica o las características del acceso lo hacen necesario.
El sistema elegido condicionará posteriormente el orden de llenado de los frascos, por lo que conviene decidirlo antes de comenzar la técnica.
Durante la extracción deben evitarse manipulaciones innecesarias, desconexiones o cambios de material que añadan puntos de contacto y puedan comprometer la asepsia.
4. Obtener un volumen adecuado
El volumen de sangre continúa siendo uno de los principales determinantes de la sensibilidad del hemocultivo.
En adultos, como referencia práctica, suelen intentarse obtener aproximadamente 8–10 ml por frasco, respetando siempre las especificaciones del sistema y del fabricante.
Si el sistema permite visualizar directamente el volumen que entra en el frasco, debe vigilarse el nivel de llenado.
Cuando la extracción se realiza mediante jeringa, conviene calcular previamente cuánto volumen total necesitamos para evitar obtener una cantidad insuficiente o, por el contrario, sobrellenar los frascos.
El objetivo no es alcanzar una cifra perfecta a cualquier precio.
Si el acceso vascular es difícil, debe obtenerse la mayor cantidad segura posible, teniendo presente que un volumen inferior reduce la sensibilidad de la prueba.
5. Inocular los frascos manteniendo la asepsia
La sangre debe introducirse en los frascos evitando tocar nuevamente el septum una vez desinfectado.
El orden de inoculación dependerá del sistema de extracción utilizado, un aspecto que desarrollaremos en el siguiente apartado.
No deben realizarse cambios innecesarios de aguja exclusivamente para inocular los frascos, ya que esta práctica no aporta una ventaja suficiente en términos de contaminación y añade riesgo de accidente biológico.
6. Completar el primer set
Un set de hemocultivos en adultos está formado habitualmente por:
- un frasco aerobio;
- y un frasco anaerobio.
Una vez inoculados ambos con el volumen adecuado, deben mantenerse correctamente identificados como pertenecientes al mismo episodio de extracción.
No es suficiente saber posteriormente que existen dos frascos positivos o negativos: también debe conocerse de qué punto de extracción procedían.
7. Obtener el segundo set desde otro punto
Siempre que sea posible, el segundo set debe obtenerse mediante una segunda venopunción periférica, en un punto diferente.
No es necesario introducir de forma rutinaria un intervalo de 20–30 minutos entre ambas extracciones en el paciente con sospecha de sepsis.
Pueden realizarse de forma consecutiva o prácticamente simultánea, evitando retrasar el inicio del tratamiento antimicrobiano.
La separación entre puntos de extracción aporta una ventaja microbiológica importante: si posteriormente crece un microorganismo propio de la flora cutánea en una sola muestra, disponer de otro set independiente ayuda a interpretar si se trata de una bacteriemia verdadera o de una posible contaminación.
8. Retirar el dispositivo y finalizar la técnica
Una vez obtenidas las muestras:
- retirar el dispositivo de venopunción;
- realizar hemostasia;
- aplicar el apósito correspondiente;
- eliminar inmediatamente el material punzante en el contenedor adecuado;
- y completar la identificación de los frascos.
La identificación debe realizarse de acuerdo con el sistema del centro y debe permitir conocer, como mínimo, el paciente, la hora y el origen de la muestra.
Si se han obtenido muestras desde distintos puntos o dispositivos, esta información debe quedar claramente diferenciada.
9. Enviar las muestras al laboratorio
Los hemocultivos deben enviarse al laboratorio lo antes posible y de acuerdo con las condiciones establecidas por Microbiología.
No deben refrigerarse de forma rutinaria.
Los sistemas automatizados están diseñados para comenzar el proceso de incubación y detección en condiciones controladas, por lo que las demoras innecesarias antes de su entrada en el laboratorio deben evitarse.
Una técnica sencilla solo en apariencia
La venopunción para hemocultivos puede parecer una extracción de sangre más.
Pero desde el punto de vista microbiológico no lo es.
En una única técnica debemos conseguir simultáneamente:
- una muestra representativa de la sangre circulante;
- un volumen adecuado;
- ausencia de contaminación;
- correcta identificación;
- y trazabilidad suficiente para interpretar posteriormente el resultado.
Por eso, pequeños errores que en otra extracción podrían tener escasa trascendencia pueden modificar aquí de forma importante el valor diagnóstico de la muestra.
Idea clave:
Un hemocultivo de calidad no depende únicamente de conseguir sangre. Depende de obtenerla con suficiente volumen, desde el punto adecuado, sin contaminarla y dejando perfectamente identificado de dónde procede cada muestra.
¿Qué frasco llenamos primero?
La respuesta depende del sistema utilizado para obtener la sangre.
No existe una única regla válida para todas las extracciones.
Lo importante es comprender qué ocurre con el aire que puede quedar atrapado en el sistema y evitar que llegue innecesariamente al frasco anaerobio.
Si utilizamos palomilla o un sistema con tubuladura
Cuando la extracción se realiza mediante una palomilla conectada directamente a los frascos, la tubuladura contiene inicialmente una pequeña cantidad de aire.
Por este motivo, se recomienda inocular primero el frasco aerobio.
La secuencia sería:
aerobio → anaerobio
De esta forma, el aire contenido en la tubuladura entra inicialmente en el frasco aerobio y se evita introducirlo en el anaerobio, donde podría alterar las condiciones necesarias para favorecer el crecimiento de microorganismos anaerobios.
Esta recomendación aparece de forma consistente en protocolos microbiológicos actuales y en las instrucciones de sistemas comerciales de hemocultivo.
¿Y si extraemos la sangre con jeringa?
Cuando la sangre se obtiene previamente con una jeringa, la situación cambia.
Ya no existe una tubuladura llena de aire entre el paciente y el primer frasco.
En este contexto, determinados sistemas recomiendan inocular primero el frasco anaerobio y después el aerobio:
anaerobio → aerobio
La finalidad es minimizar la cantidad de aire que pueda introducirse en el frasco anaerobio durante la transferencia desde la jeringa. Esta secuencia figura, por ejemplo, en protocolos microbiológicos basados en sistemas BD BACTEC, que recomiendan inocular primero el frasco anaerobio cuando la sangre se obtiene con aguja y jeringa, y el aerobio primero cuando se utiliza un sistema alado con tubuladura.
Pero aqúi debemos introducir un matiz importante:
el orden debe adaptarse al sistema de hemocultivo utilizado y a las instrucciones del fabricante y del laboratorio de Microbiología del centro.
No todos los dispositivos funcionan exactamente igual y no convien trasladar automáticamente una secuencia aprendica con un sistema a otro diferente.
Lo importante no es memorizar un color
En la práctica es frecuente aprender reglas como:
“el azul siempre primero”
o:
“el anaerobio siempre antes”.
Ese enfoque puede resultar problemático porque el color de los frascos no es universal y el orden depende del método de extracción.
Es más útil recordar la lógica:
- palomilla o sistema con tubuladura: aerobio primero, porque recibe el aire contenido en el tubo;
- jeringa: puede estar indicado anaerobio primero, según el sistema utilizado, para minimizar la entrada de aire en ese frasco.
Además, los hemocultivos deben obtenerse antes que los tubos convencionales de analítica cuando se utiliza la misma venopunción, para reducir el riesgo de contaminación de la muestra microbiológica.
Idea clave:
No debemos memorizar “qué color va primero”, sino entender qué sistema estamos utilizando. Con palomilla y tubuladura, aerobio primero; con jeringa, el orden puede invertirse y debe seguirse la recomendación del fabricante y de Microbiología.
¿Qué hacemos cuando necesitamos hemocultivos y analítica en la misma venopunción?
En Urgencias es muy frecuente que una misma venopunción tenga que servir para obtener varias muestras. En el paciente con sospecha de sepsis, esta misma venopunción suele aprovecharse también para obtener otras determinaciones urgentes, entre ellas el lactato cuando está indicado.
En estas situaciones, la pregunta es inevitable:
¿qué debemos extraer primero?
La respuesta general es clara:
los hemocultivos deben obtenerse antes que los tubos convencionales de analítica.
La razón principal es proteger la muestra microbiológica frente a posibles contaminaciones introducidas durante la manipulación de otros tubos o por el arrastre de aditivos presentes en ellos.
La OMS sitúa los frascos de hemocultivo al inicio del orden de extracción cuando se obtienen varias muestras mediante una misma venopunción.
Del mismo modo, protocolos microbiológicos hospitalarios actuales recomiendan que, si deben obtenerse otros análisis durante la misma venopunción, los frascos de hemocultivo se inoculen primero.
Una secuencia práctica
De forma general, la extracción puede organizarse así:
venopunción → hemocultivos → tubos de analítica según el orden de extracción establecido por el laboratorio
Después de completar los frascos de hemocultivo, se continúa con los tubos correspondientes a coagulación, suero, heparina, EDTA, fluoruro u otras determinaciones siguiendo el orden definido por el laboratorio del centro.
Es importante recordar que los colores de los tubos no son universales y que su composición puede variar entre fabricantes y hospitales. Por eso, el orden concreto de los tubos convencionales debe ajustarse siempre al procedimiento local.
¿Por qué no extraer primero la analítica?
Los tubos utilizados para determinadas pruebas contienen distintos aditivos: citrato, EDTA, heparina, activadores de la coagulación, geles separadores, fluoruro, etc.
El orden de extracción está diseñado precisamente para minimizar el posible arrastre de estos aditivos entre muestras.
En el caso del hemocultivo, además, queremos proteger especialmente una muestra cuya finalidad es detectar microorganismos viables.
Por eso ocupa una posición prioritaria en la secuencia.
¿Y si utilizamos una palomilla?
Aquí aparece un matiz práctico importante.
Cuando se utiliza una palomilla con tubuladura para obtener simultáneamente hemocultivos y otros tubos, seguimos manteniendo la misma prioridad:
primero los hemocultivos.
Dentro del propio set de hemocultivos, como hemos visto en el apartado anterior, con una palomilla conectada directamente a los frascos suele inocularse primero el aerobio, para que el aire contenido en la tubuladura no entre en el anaerobio.
Una vez completados los frascos necesarios, se continúa con los tubos de analítica.
¿Y si necesitamos coagulación?
La muestra de coagulación tiene sus propios requisitos de llenado y proporción entre sangre y citrato, pero esto no desplaza a los hemocultivos de su posición inicial cuando ambas muestras se obtienen en la misma venopunción.
La OMS mantiene los hemocultivos antes que los tubos de citrato dentro de su orden de extracción recomendado.
Después deberán respetarse rigurosamente los requisitos del tubo de coagulación, especialmente su correcto llenado.
Una venopunción puede servir para varias muestras, pero debe estar planificada
Obtener hemocultivos y analítica en una misma venopunción puede evitar una punción adicional y resulta especialmente útil en Urgencias.
Pero para hacerlo correctamente debemos saber antes de empezar qué muestras necesitamos y disponer de todo el material preparado.
Así podemos mantener una secuencia ordenada:
primero protegemos la muestra microbiológica y después completamos el resto de las determinaciones.
Idea clave:
Si durante una misma venopunción necesitamos hemocultivos y analítica convencional, los hemocultivos deben obtenerse primero; después se continúa con los tubos siguiendo el orden de extracción establecido por el laboratorio del centro.
¿Hay que cambiar la aguja antes de inocular los frascos?
No de forma rutinaria.
Durante años se ha enseñado en algunos entornos a cambiar la aguja después de obtener la sangre con jeringa y antes de inocular los frascos de hemocultivo, con la intención de reducir una posible contaminación procedente de la piel.
Sin embargo, esta práctica no ha demostrado una ventaja suficiente como para justificar el aumento del riesgo de accidente biológico que supone manipular nuevamente una aguja cargada con sangre.
Por ese motivo, las recomendaciones actuales priorizan la seguridad y la técnica aséptica durante todo el procedimiento, en lugar de introducir un cambio de aguja innecesario.
Si la sangre se ha obtenido con jeringa, debe transferirse a los frascos utilizando el sistema previsto para ello y siguiendo las instrucciones del fabricante y del protocolo del centro.
Lo importante para prevenir la contaminación no es cambiar la aguja después de la extracción, sino haber realizado correctamente los pasos que realmente modifican el riesgo:
- antisepsia adecuada de la piel;
- secado completo del antiséptico;
- ausencia de repalpación del punto preparado;
- desinfección del septum;
- mínima manipulación del sistema;
- y mantenimiento de una técnica aséptica durante la inoculación.
Cambiar la aguja añade una manipulación más, aumenta la posibilidad de pinchazo accidental y no sustituye ninguna de estas medidas.
Idea clave:
Cambiar la aguja antes de inocular los frascos no debe utilizarse como estrategia para reducir la contaminación. La prevención depende de una buena antisepsia y de mantener la técnica aséptica, no de añadir manipulaciones innecesarias.
Cómo controlar realmente el volumen inoculado
El volumen de sangre inoculado es uno de los factores que más influyen en la sensibilidad del hemocultivo.
En adultos, una bacteriemia puede cursar con una concentración muy baja de microorganismos circulantes. Por eso, si el volumen obtenido es insuficiente, disminuye también la probabilidad de que alguno de esos microorganismos llegue al frasco y pueda detectarse posteriormente.
Como referencia práctica, deben intentarse obtener aproximadamente 8–10 ml de sangre por frasco, respetando siempre las especificaciones del sistema utilizado.
Pero en la práctica aparece una pregunta sencilla: ¿cómo sabemos cuánto hemos introducido realmente?
Si el frasco se llena directamente desde un sistema de vacío
Cuando utilizamos una palomilla o un sistema cerrado conectado directamente al frasco, debemos vigilar el nivel de llenado mientras entra la sangre.
Los frascos incorporan marcas o escalas orientativas que permiten estimar el volumen inoculado.
Una estrategia útil consiste en observar el nivel inicial del líquido contenido en el frasco y calcular cuánto ha aumentado una vez finalizada la extracción.
No debemos guiarnos únicamente por la impresión de que el frasco está “suficientemente lleno”.
La diferencia entre 3 ml y 10 ml puede resultar visualmente menos evidente de lo que parece, pero microbiológicamente es muy importante.
Marcar previamente el nivel puede ayudar
En algunos servicios resulta útil marcar externamente el nivel inicial del medio de cultivo antes de comenzar la extracción.
De esta forma, después puede comprobarse con mayor facilidad cuánto ha aumentado el volumen dentro del frasco.
Por ejemplo:
nivel inicial → marca externa → inoculación → comprobación del incremento de volumen
Este recurso es especialmente práctico cuando el sistema no permite conocer automáticamente el volumen inoculado.
Si utilizamos una jeringa
Cuando la sangre se obtiene con jeringa, controlar el volumen resulta más sencillo.
Podemos conocer cuánto hemos extraído y distribuir después la cantidad necesaria entre los frascos.
Si pretendemos inocular 10 ml en cada uno, necesitaremos aproximadamente:
10 ml aerobio + 10 ml anaerobio = 20 ml por set
y, si se obtienen dos sets:
aproximadamente 40 ml en total.
Aun así, la transferencia debe realizarse siguiendo las instrucciones del sistema utilizado y evitando sobrellenar los frascos.
No debemos confiar únicamente en el vacío del frasco
Que el frasco deje de aspirar sangre no significa necesariamente que haya recibido el volumen óptimo.
El funcionamiento del sistema puede verse influido por diferentes factores:
- presión venosa;
- posición del frasco respecto al brazo;
- características del dispositivo;
- flujo sanguíneo;
- colapso de la vena;
- o pérdida parcial del vacío.
Por eso, el volumen debe comprobarse visualmente o mediante el sistema de medición disponible y no deducirse únicamente por el comportamiento del vacío.
¿Qué hacemos si no alcanzamos el volumen recomendado?
En pacientes con acceso vascular difícil, hipotensión o flujo venoso escaso puede no ser posible alcanzar los 8–10 ml por frasco.
En ese caso, un frasco con menor volumen puede seguir siendo útil.
Lo importante es no convertir una extracción difícil en múltiples intentos innecesarios ni retrasar actuaciones urgentes solo para alcanzar una cifra ideal.
Debe obtenerse la mayor cantidad segura posible y tener presente que:
menor volumen → menor sensibilidad diagnóstica.
Si el volumen disponible es muy escaso, la distribución entre frascos debe ajustarse al protocolo del laboratorio y al sistema utilizado.
No siempre es preferible repartir unos pocos mililitros entre muchos frascos y dejar todos ellos insuficientemente llenos.
Tampoco debemos sobrellenar
Más sangre no significa necesariamente mejor resultado.
Los frascos contienen una cantidad determinada de medio de cultivo y están diseñados para trabajar dentro de un intervalo concreto de volumen.
El sobrellenado puede alterar la relación entre sangre y medio y dificultar el funcionamiento adecuado del sistema automatizado.
Por tanto, debemos respetar también el volumen máximo indicado por el fabricante.
El volumen debería poder auditarse
Desde el punto de vista de calidad, el volumen inoculado no debería considerarse un dato invisible.
Algunos laboratorios y sistemas automatizados permiten estimar o registrar el volumen de sangre recibido en los frascos. Esta información puede utilizarse para detectar infrallenados sistemáticos y mejorar la técnica de extracción.
Y esto tiene una implicación importante:
un hemocultivo negativo obtenido con un volumen claramente insuficiente no ofrece la misma confianza diagnóstica que otro correctamente llenado.
Idea clave:
No basta con “llenar dos frascos”. Debemos saber si hemos introducido un volumen adecuado y evitar tanto el infrallenado como el sobrellenado. En hemocultivos, cala mililitro cuenta.
Segundo set: nuevo punto de punción
En el adulto, cuando están indicados dos sets de hemocultivos, lo recomendable es obtenerlos mediante dos venopunciones periféricas independientes, siempre que la situación clínica lo permita.
Esto no se hace solo para “tener más sangre”.
Obtener muestras de dos puntos distintos tiene dos objetivos:
- aumentar la sensibilidad para detectar una bacteriemia;
- y facilitar posteriormente la interpretación de un posible microorganismo contaminante.
Si ambos sets se obtienen a partir de una única venopunción, podemos disponer del volumen necesario, pero perdemos parte de la información que aporta haber realizado dos extracciones independientes.
¿Por qué ayuda a diferenciar bacteriemia de contaminación?
Los microorganismos que forman parte de la flora cutánea pueden introducirse accidentalmente en un frasco durante la venopunción.
Si un microorganismo potencialmente contaminante crece únicamente en uno de dos sets obtenidos de puntos diferentes, la posibilidad de contaminación adquiere mayor peso.
En cambio, si el mismo microorganismo aparece en varios sets obtenidos mediante venopunciones independientes, aumenta la probabilidad de que represente una bacteriemia verdadera, aunque la interpretación definitiva siempre dependerá del microorganismo y del contexto clínico.
Por eso, el punto de extracción no es un simple dato administrativo.
Forma parte de la información microbiológica de la muestra.
¿Hay que esperar entre el primer y el segundo set?
En la sospecha de sepsis, no es necesario mantener de forma rutinaria un intervalo de 20–30 minutos entre ambas extracciones.
Los dos sets pueden obtenerse consecutivamente o prácticamente de forma simultánea desde puntos diferentes.
Esto permite reunir un volumen adecuado de sangre antes de administrar los antimicrobianos sin introducir una demora artificial en el tratamiento.
La estrategia puede resumirse así:
primer punto de venopunción → primer set → segundo punto de venopunción → segundo set → antibioterapia
sin necesidad de esperar deliberadamente entre ambas extracciones.
El segundo punto requiere una nueva antisepsia completa
Una segunda venopunción significa comenzar de nuevo el procedimiento.
No debemos considerar que, porque acabemos de realizar una primera extracción correctamente, podemos simplificar la siguiente.
Para el segundo set deben repetirse:
- selección de una nueva vena;
- antisepsia completa de la piel;
- respeto del tiempo de actuación y secado del antiséptico;
- técnica aséptica;
- control del volumen;
- e identificación precisa del nuevo punto de extracción.
Cada venopunción constituye una oportunidad independiente tanto para detectar una bacteriemia como para contaminar accidentalmente la muestra.
¿Y si no conseguimos un segundo punto?
En Urgencias no siempre es sencillo.
Hipotensión, vasoconstricción periférica, obesidad, edema o antecedentes de acceso vascular difícil pueden hacer que una segunda venopunción sea especialmente complicada.
En estas situaciones debemos equilibrar la calidad diagnóstica con la situación clínica del paciente.
No tiene sentido acumular múltiples intentos traumáticos ni retrasar una antibioterapia urgente únicamente para conseguir un segundo punto perfecto.
Cuando no puede obtenerse la estrategia ideal, debe actuarse según la situación clínica y el protocolo del centro, dejando correctamente documentado qué muestras se han obtenido y desde dónde.
Esto permitirá interpretar posteriormente el resultado conociendo las limitaciones de la extracción.
Una excepción: sospecha de infección relacionada con catéter
Cuando el propio dispositivo intravascular es el posible foco de la infección, la estrategia cambia.
En ese caso puede estar indicado obtener de forma simultánea una muestra periférica y otra desde el catéter sospechoso, porque comparar ambos resultados forma parte del estudio diagnóstico.
No se trata entonces de utilizar el catéter para evitar una segunda punción por comodidad, sino de obtener deliberadamente muestras de dos compartimentos diferentes.
Este escenario y su interpretación mediante hemocultivos pareados y diferencial de tiempo hasta la positividad los desarrollamos en profundidad en la primera parte de esta serie.
Idea clave:
Obtener dos sets significa, siempre que sea posible, obtener dos muestras independientes. Dos sets, dos puntos de venopunción y dos procedimientos completos de antisepsia. No es necesario separarlos artificialmente en el tiempo, pero sí mantener la independencia microbiológica entre ambas extracciones.
Identificación, trazabilidad y transporte
Un hemocultivo correctamente obtenido puede perder gran parte de su valor si después no sabemos de dónde procede, cuándo se obtuvo o en qué condiciones llegó al laboratorio.
La fase preanalítica no termina al llenar los frascos.
La identificación correcta, la trazabilidad de la muestra y su transporte hasta Microbiología forman parte del mismo proceso diagnóstico.
Identificar el frasco en el momento de la extracción
Cada frasco debe quedar asociado de forma inequívoca al paciente y al episodio de extracción.
La identificación debe realizarse siguiendo el sistema establecido por el centro y evitando etiquetar muestras de memoria o lejos del paciente.
Además de los datos identificativos habituales, es especialmente útil que quede registrado:
- fecha y hora de extracción;
- origen de la muestra;
- si procede de venopunción periférica o de un catéter;
- y, cuando corresponda, la luz concreta del dispositivo.
Este último punto es especialmente importante cuando se estudia una posible infección relacionada con catéter, porque el origen exacto de cada muestra puede formar parte de la interpretación microbiológica.
En catéteres multilumen, etiquetar simplemente como “hemocultivo central” puede ser insuficiente. Cuando la estrategia diagnóstica exige comparar diferentes luces, cada una debe identificarse individualmente.
No intercambiar las etiquetas entre sets
Si obtenemos dos sets desde puntos diferentes, debe conservarse la relación entre cada frasco y su venopunción correspondiente.
No basta con disponer finalmente de dos frascos aerobios y dos anaerobios correctamente identificados con el nombre del paciente.
Debemos poder saber:
qué frascos pertenecen al primer set y cuáles al segundo, y desde qué punto se obtuvo cada uno.
Esta información puede resultar decisiva si posteriormente crece un microorganismo potencialmente contaminante únicamente en una de las extracciones.
Registrar la hora también tiene valor
La hora de extracción no debe considerarse un dato administrativo sin relevancia clínica.
Permite:
- situar la muestra respecto al inicio de la antibioterapia;
- reconstruir la secuencia asistencial;
- identificar extracciones simultáneas o consecutivas;
- y, en determinados estudios microbiológicos, relacionar correctamente muestras obtenidas de diferentes puntos.
Cuando se utilizan hemocultivos pareados para valorar una posible infección relacionada con catéter, la obtención prácticamente simultánea de las muestras constituye precisamente una de las condiciones necesarias para interpretar posteriormente el diferencial de tiempo hasta la positividad.
¿Debemos registrar si el paciente ya ha recibido antibióticos?
Siempre que el sistema de petición o el procedimiento del centro permita consignarlo, resulta útil dejar constancia de la administración previa de antimicrobianos.
Este dato puede influir en el rendimiento microbiológico y ayuda posteriormente a contextualizar un resultado negativo o un crecimiento más tardío.
Si los hemocultivos se obtienen después de haber iniciado el tratamiento porque la situación clínica no permitía demorarlo, la muestra sigue siendo útil, pero debe interpretarse conociendo esa circunstancia.
Transporte: cuanto antes, mejor
Una vez obtenidos e identificados, los frascos deben enviarse al laboratorio sin retrasos evitables.
El objetivo es que entren cuanto antes en el sistema automatizado de incubación y detección.
No deben permanecer durante horas acumulados en la unidad esperando un envío conjunto si existe un circuito que permita su traslado precoz.
No refrigerar de forma rutinaria
Los frascos de hemocultivo no deben conservarse de forma rutinaria en refrigeración.
Las temperaturas inadecuadas pueden afectar a la viabilidad de determinados microorganismos y alterar el rendimiento de la prueba.
Cuando no sea posible un envío inmediato, deben mantenerse en las condiciones especificadas por el fabricante y por el laboratorio de Microbiología del centro.
La regla práctica es sencilla:
no improvisar las condiciones de conservación.
Tampoco debemos incubarlos por nuestra cuenta
Otra práctica que debe evitarse es colocar los frascos en incubadores no destinados específicamente al sistema de hemocultivos o mantenerlos en fuentes de calor improvisadas antes de su llegada a Microbiología.
Los sistemas automatizados están diseñados para registrar de forma controlada el inicio y evolución del crecimiento microbiano.
Alterar previamente las condiciones de temperatura puede interferir con esa información y dificultar posteriormente la interpretación.
La trazabilidad también es una medida de seguridad
Si una muestra llega mal identificada, con un origen dudoso o sin poder relacionarla con una venopunción concreta, el problema no es solo administrativo.
Puede dificultar decisiones clínicas posteriores.
Por eso, la trazabilidad debe considerarse parte de la calidad del hemocultivo:
paciente correcto → muestra correcta → punto de extracción correcto → hora correcta → transporte adecuado.
Idea clave:
Un hemocultivo no termina cuando conseguimos llenar el frasco. La identificación, el origen de la muestra, la hora de extracción y el transporte correcto forman parte del resultado microbiológico. Una muestra técnicamente perfecta pero mal identificada o mal trazada puede convertirse en una muestra difícil de interpretar.
Los errores que más aumentan la contaminación
La contaminación de los hemocultivos rara vez depende de un único error espectacular.
Con frecuencia aparece por la suma de pequeñas desviaciones de la técnica que, en un entorno de alta presión asistencial como Urgencias, pueden pasar fácilmente desapercibidas.
Conocerlas permite revisar nuestra propia práctica y detectar dónde se está perdiendo calidad.
1. Realizar una antisepsia insuficiente
Aplicar el antiséptico rápidamente o sobre una zona mal preparada reduce su eficacia.
La antisepsia debe realizarse de forma completa, sobre una superficie adecuada y siguiendo las instrucciones del producto utilizado.
No basta con “pasar clorhexidina”. La técnica de aplicación importa.
2. No esperar a que el antiséptico se seque
Pinchar inmediatamente después de aplicar una solución alcohólica es uno de los errores más frecuentes. El secado forma parte del proceso de antisepsia
Además de reducir la eficacia del producto, realizar la punción con la piel todavía húmeda puede favorecer el arrastre hacia el trayecto de punción de microorganismos que permanecen en la superficie.
3. Volver a palpar el punto después de la antisepsia
Probablemente sea uno de los gestos más habituales.
Localizamos la vena, limpiamos la piel y, justo antes de pinchar, volvemos a tocarla para asegurarnos de su posición. Con ese gesto podemos volvera a depositar microorganismos sobre una zona que acabábamos de descontaminar.
Si es necesario volver a palpar, deben restablecerse las condiciones de asepsia antes de realizar la punción.
4. No desinfectar correctamente el septum de los frascos
Retirar la cubierta protectora del frasco no significa que el septum pueda perforarse directamente. Debe desinfectarse con el producto indicado, dejarse secar y mantenerse sin nuevas manipulaciones hasta la inoculación. Omitir este paso introduce una fuente de contaminación completamente evitable.
5. Extraer desde una vía previamente utilizada por comodidad
Una vía periférica o un catéter que ya ha sido manipulado puede estar colonizado.
Obtener hemocultivos desde ese acceso simplemente porque resulta más fácil puede aumentar el riesgo de contaminación y dificultar después la interpretación microbiológica.
La venopunción periférica continúa siendo la técnica de referencia, salvo que exista una indicación concreta para estudiar el propio dispositivo.
6. Manipular excesivamente el sistema
Cambiar agujas, realizar desconexiones innecesarias, tocar conexiones, apoyar material preparado sobre superficies no controladas o reconstruir el circuito durante la técnica añade oportunidades para contaminar la muestra.
Cuantas menos manipulaciones innecesarias, mejor. Una extracción bien planificada suele ser también una extracción mas segura
7. No preparar todo el material antes de empezar
Comenzar la venopunción y descubrir después que falta un frasco, una etiqueta o un tubo obliga a interrumpir el procedimiento.
Estas interrupciones aumentan las manipulaciones y hacen más fácil romper la asepsia. La prevención de la contaminación empieza antes de pinchar.
8. Obtener los hemocultivos después de otros tubos de analítica
Cuando hemocultivos y analítica se obtienen en la misma venopunción, los frascos de hemocultivo deben ocupar la primera posición de la secuencia.
Extraer antes otros tubos añade manipulaciones y puede aumentar el riesgo de arrastre de aditivos o contaminación de la muestra microbiológica.
9. Obtener los dos sets desde un único punto sin una razón justificada
Dos sets obtenidos mediante dos venopunciones independientes aportan más información que dos sets obtenidos desde un único acceso.
Si ambos proceden del mismo punto, una contaminación producida durante esa venopunción puede afectar a más de un frasco y dificultar posteriormente la interpretación del resultado.
10. Infrallenar los frascos
Aunque el infrallenado afecta principalmente a la sensibilidad y no constituye por sí mismo una causa directa de contaminación, sí deteriora la calidad global de la prueba.
Una muestra con poco volumen puede generar un resultado negativo menos fiable y complicar posteriormente la interpretación de un episodio infeccioso.
Por eso, calidad microbiológica no significa únicamente “no contaminar”. También significa obtener suficiente sangre.
11. Identificar mal el origen de la muestra
Un hemocultivo positivo puede resultar difícil de interpretar si después no sabemos si procedía de una vena periférica, de un catéter o de una determinada luz.
La falta de trazabilidad no genera microorganismos contaminantes, pero puede hacer imposible distinguir adecuadamente entre contaminación, colonización e infección verdadera.
12. Trabajar deprisa sin mantener una secuencia
Urgencias obliga a actuar con rapidez. Pero rapidez no debería significar improvisación.
Cuando la extracción se realiza sin una secuencia clara, aumenta la probabilidad de omitir pasos críticos:
- desinfectar el septum;
- esperar el secado;
- controlar el volumen;
- mantener la independencia entre sets;
- o identificar correctamente el origen de la muestra.
Una técnica protocolizada permite trabajar rápido sin sacrificar calidad.
La contaminación no suele tener una única causa
Cuando un servicio presenta tasas elevadas de hemocultivos contaminados, la respuesta no debería limitarse a recordar al personal que “hay que hacer mejor la antisepsia”.
Puede haber problemas en diferentes puntos del proceso:
indicación → preparación → antisepsia → venopunción → manipulación → volumen → identificación → transporte
Por eso, prevenir la contaminación exige revisar el procedimiento completo y no únicamente el momento de la punción.
Idea clave:
La mayoría de los errores que favorecen la contaminación son prevenibles. No dependen de tecnología sofisticada, sino de mantener de forma consistente una técnica bien planificada, con buena antisepsia, mínima manipulación y correcta trazabilidad. Y cuando pese a ello la tasa de contaminación sigue siendo elevada, el problema deja de ser únicamente técnico y pasa a convertirse en una cuestión de calidad asistencial y mejora de procesos.
Checklist final de extracción
Antes de dar por finalizada la obtención de hemocultivos, merece la pena revisar en pocos segundos si se han cumplido los elementos que más influyen en la calidad de la muestra.
Antes de la punción
- ☐ He confirmado la identidad del paciente.
- ☐ He comprobado la indicación y el número de sets necesarios.
- ☐ Tengo preparado todo el material antes de empezar.
- ☐ He elegido el punto de venopunción antes de realizar la antisepsia.
- ☐ He desinfectado correctamente los septos de los frascos y los he dejado secar.
Durante la extracción
- ☐ He realizado una antisepsia cutánea adecuada.
- ☐ He respetado el tiempo de actuación y el secado completo del antiséptico.
- ☐ No he vuelto a palpar el punto preparado sin restablecer previamente la asepsia.
- ☐ He utilizado venopunción periférica siempre que era la estrategia indicada.
- ☐ He obtenido el primer set con el volumen recomendado.
- ☐ He respetado el orden de inoculación correspondiente al sistema utilizado.
- ☐ Si necesitaba analítica adicional, he obtenido primero los hemocultivos.
- ☐ He evitado cambios de aguja, desconexiones o manipulaciones innecesarias.
- ☐ He obtenido el segundo set desde un punto de punción diferente, siempre que ha sido posible.
- ☐ He repetido para ese segundo punto todo el procedimiento de antisepsia.
Antes de enviar los frascos
- ☐ He comprobado que cada frasco contiene un volumen adecuado, sin infrallenado ni sobrellenado.
- ☐ He identificado correctamente cada set.
- ☐ He registrado el origen de la muestra: periférica, catéter y luz concreta si corresponde.
- ☐ He registrado la fecha y hora de extracción.
- ☐ He dejado constancia de la administración previa de antimicrobianos cuando el sistema del centro lo permite.
- ☐ Los frascos se enviarán a Microbiología sin retrasos evitables.
- ☐ No se refrigerarán ni se incubarán fuera del circuito establecido por el laboratorio.
Diez segundos antes de terminar
Si tuviéramos que reducir todo el procedimiento a unas pocas preguntas, serían estas:
¿He preparado bien la piel?
¿He mantenido la asepsia después?
¿He obtenido suficiente volumen?
¿Los dos sets proceden realmente de puntos independientes?
¿Sé exactamente de dónde procede cada frasco?
¿Llegará pronto al laboratorio?
Si la respuesta es sí, hemos hecho mucho más que “sacar unos hemocultivos”. Hemos protegido la calidad del diagnóstico.
La calidad del hemocultivo empieza antes de llegar al laboratorio
Un hemocultivo útil no depende únicamente de que el laboratorio disponga de buenos sistemas de incubación o identificación microbiológica.
Gran parte de su calidad se decide antes de que el frasco salga de Urgencias.
La elección del punto de punción, la antisepsia, el secado, la desinfección del septum, el volumen inoculado, el orden de extracción, la independencia entre sets, la identificación y el transporte forman parte de un mismo proceso.
Cada uno de estos pasos puede aumentar o reducir la fiabilidad del resultado. Por eso, extraer correctamente un hemocultivo no consiste simplemente en llenar dos frascos. Consiste en conseguir una muestra que permita responder con la mayor precisión posible a la pregunta clínica que motivó su obtención. Esta calidad preanalítica forma parte del abordaje global del paciente con sospecha de sepsis.
Y cuando la contaminación sigue siendo elevada a pesar de realizar correctamente la técnica, el problema deja de ser únicamente individual y pasa a convertirse en una cuestión de calidad asistencial y mejora de procesos.
Ahí empieza el siguiente nivel: medir, analizar y reducir de forma sistemática la contaminación de los hemocultivos.
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Contaminación no es simplemente “un cultivo positivo que no nos gusta”
Cuando hablamos de contaminación de hemocultivos es fácil caer en una simplificación:
“ha crecido flora cutánea, por tanto está contaminado”.
Pero la realidad es bastante más compleja.
Un hemocultivo contaminado es, en términos generales, aquel en el que crece un microorganismo que no estaba produciendo una verdadera infección del torrente sanguíneo, sino que fue introducido accidentalmente durante la obtención o manipulación de la muestra.
La definición parece sencilla. El problema aparece cuanto intentamos aplicarla a un paciente real.
La contaminación es una clasificación, no una característica intrínseca del microorganismo
No existen microorganismos que sean siempre contaminantes.
Algunas bacterias forman parte habitualmente de la microbiota cutánea y, por ello, aparecen con frecuencia como contaminantes de los hemocultivos. Entre ellas se incluyen clásicamente:
- estafilococos coagulasa negativos;
- Corynebacterium spp.;
- Bacillus spp. distintos de B. anthracis;
- Micrococcus spp.;
- Cutibacterium acnes;
- y determinados estreptococos alfahemolíticos.
La guía basada en evidencia de la American Society for Microbiology utiliza precisamente estos microorganismos como ejemplos habituales de potencial contaminación cuando se aíslan en un único frasco o set entre varias muestras obtenidas en un periodo determinado. Pero la propia guía advierte de que no existe una definición universal y completamente estandarizada de contaminación de hemocultivos.
Esto significa que:
“microorganismo habitualmente contaminante” no equivale a “resultado sin significado clínico”.
Un Staphylococcus epidermidis aislado en un único set de un paciente sin dispositivos puede representar contaminación.
El mismo microorganismo recuperado repetidamente en un paciente con prótesis valvular, catéter intravascular o material protésico puede representar una infección verdadera.
El microorganismo aporta información. El contexto determina su significado.
Entonces, ¿cómo define el laboratorio una contaminación?
Para poder medir la calidad de las extracciones, los laboratorios necesitan establecer una definición operativa reproducible.
La American Society for Microbiology define de forma práctica la contaminación como la presencia de determinados microorganismos comensales en un único set de una serie de hemocultivos, sin que representen una verdadera bacteriemia.
El CDC utiliza actualmente un enfoque similar para su indicador de calidad: considera probable contaminación cuando se identifica un microorganismo comensal de la piel —por ejemplo, un estafilococo coagulasa negativo— en uno de varios sets obtenidos dentro de un periodo de 24 horas.
Esta definición resulta muy útil para vigilancia.
Permite calcular tasas, comparar periodos, detectar unidades problemáticas y valorar si una intervención está funcionando.
Pero no debe confundirse con un diagnóstico individual.
Una definición útil para medir puede ser imperfecta para decidir
Imaginemos: Dos sets obtenidos. Uno permanece negativo. En el otro crece Staphylococcus epidermidis.
Desde el punto de vista de un programa de control de calidad, ese episodio puede cumplir los criterios establecidos para clasificarse como probable contaminación.
Pero clínicamente todavía necesitamos preguntar:
- ¿tiene el paciente un catéter intravascular?
- ¿porta una prótesis?
- ¿está inmunodeprimido?
- ¿presenta signos compatibles con infección?
- ¿se han obtenido correctamente los sets?
- ¿ha aparecido el mismo microorganismo en cultivos previos?
- ¿existen otros focos microbiológicamente concordantes?
- ¿cómo ha evolucionado el paciente?
Por tanto, la clasificación utilizada para elaborar una tasa institucional no sustituye a la interpretación clínica del episodio.
El número de sets positivos ayuda, pero tampoco sentencia
Cuando un microorganismo que puede formar parte de la flora cutánea aparece solamente en uno de varios sets, aumenta la probabilidad de contaminación.
Cuando el mismo microorganismo aparece en varios sets independientes, aumenta la probabilidad de bacteriemia verdadera. Este principio está bien establecido y constituye una de las razones por las que obtener varios sets mejora no solo la sensibilidad, sino también la interpretación del resultado.
Pero tampoco es una regla absoluta.
Es posible que una bacteriemia real produzca un único set positivo, especialmente cuando:
- la concentración de microorganismos en sangre es baja;
- se ha inoculado poco volumen;
- el paciente ha recibido antimicrobianos;
- la bacteriemia es transitoria;
- o existen diferencias en la sensibilidad de las muestras.
Y también es posible que más de un frasco resulte contaminado si varias muestras se obtienen mediante una técnica deficiente.
Por tanto:
un set positivo de dos sugiere contaminación en determinados contextos, pero no la demuestra.
Un frasco positivo tampoco equivale a un set positivo
Esta distinción es importante cuando calculamos tasas.
Un set suele corresponder a la sangre obtenida en una única venopunción y distribuida habitualmente entre un frasco aerobio y otro anaerobio.
Por tanto:
- un frasco no es lo mismo que un set;
- dos frascos de la misma venopunción no son dos hemocultivos independientes;
- y cuatro frascos pueden representar únicamente dos sets si proceden de dos venopunciones.
La ASM diferencia expresamente entre frasco, set y serie de hemocultivos, porque utilizar denominadores distintos modifica la tasa calculada.
Este detalle aparentemente metodológico será fundamental cuando analicemos posteriormente cómo medir la contaminación de un servicio.
También existe la bacteriemia transitoria
Hay otra posibilidad que complica todavía más la clasificación.
Un microorganismo puede haber estado realmente presente en la sangre durante un periodo breve y desaparecer después sin representar una infección persistente del torrente sanguíneo.
Es la denominada bacteriemia transitoria, que puede producirse, por ejemplo, tras determinadas manipulaciones de mucosas o incluso algunas actividades cotidianas.
Desde el punto de vista microbiológico, no es exactamente lo mismo que una contaminación: el microorganismo sí estuvo en la circulación.
La ASM señala precisamente esta posibilidad como una de las razones por las que la interpretación de un hemocultivo positivo no puede reducirse simplemente a “infección frente a contaminación”.
¿Por qué importa tanto definir bien la contaminación?
Porque la definición determina el indicador.
Si un hospital utiliza criterios diferentes a otro para decidir qué episodios cuentan como contaminados, sus tasas no son directamente comparables.
Incluso dentro del mismo hospital, cambiar:
- qué microorganismos se consideran potenciales contaminantes;
- cuántos sets deben haberse obtenido;
- el periodo analizado —24 o 48 horas—;
- o si el denominador se calcula por frascos, sets o episodios
puede modificar la tasa sin que haya cambiado realmente la calidad de la extracción.
Por eso, antes de interpretar una cifra de contaminación debemos saber cómo se ha calculado.
La ASM insiste en que los criterios no están universalmente definidos y deben establecerse previamente de acuerdo con las características y prácticas de cada institución.
La pregunta correcta no es “¿es contaminante?”
Ante un aislamiento dudoso, una pregunta más rigurosa sería:
¿qué probabilidad existe de que este microorganismo represente una bacteriemia verdadera en este paciente y con estas muestras?
Para responder necesitamos integrar:
microorganismo + número de sets positivos + calidad de la extracción + situación clínica + dispositivos + evolución + contexto microbiológico.
Ninguno de esos elementos funciona perfectamente de manera aislada.
Y esa es precisamente la diferencia entre utilizar un hemocultivo para medir calidad asistencial y utilizarlo para tomar decisiones clínicas.
Idea clave:
La contaminación es una definición microbiológica y de calidad que intenta identificar microorganismos introducidos accidentalmente durante la obtención de la muestra. Pero clasificar un aislamiento concreto como contaminante exige contexto.
Un microorganismo habitual de la piel puede ser contaminación en un paciente y un patógeno clínicamente relevante en otro.
Por eso:
“posible contaminante” describe una probabilidad. No sustituye al razonamiento clínico.
Cómo medir la tasa de contaminación de un servicio
Medir la contaminación de los hemocultivos parece sencillo:
número de hemocultivos contaminados ÷ número total de hemocultivos × 100.
Pero esa fórmula, utilizada sin más, puede ser engañosa.
Antes de calcular una tasa necesitamos definir con precisión:
- qué consideramos un episodio contaminado;
- qué unidad utilizamos como denominador;
- qué pacientes y muestras incluimos;
- durante qué periodo;
- y cómo vamos a estratificar posteriormente los resultados.
El CDC recomienda actualmente monitorizar de forma conjunta dos indicadores:
- la tasa de contaminación de hemocultivos;
- y la tasa de extracciones en las que solo se obtiene un set.
Ambos indicadores aportan información diferente sobre la calidad del proceso y deberían revisarse, al menos, con periodicidad mensual.
1. El numerador: ¿qué episodios contamos como contaminación?
En la medida propuesta por el CDC para adultos, el numerador incluye los sets elegibles en los que crece un microorganismo comensal de la piel en uno de varios sets obtenidos durante un periodo de 24 horas, sin que el mismo microorganismo aparezca en los otros sets.
De forma simplificada:
Numerador = sets con probable contaminación
Pero detrás de esa expresión hay varias condiciones.
Para que el episodio sea elegible:
- el paciente debe ser adulto;
- deben haberse obtenido al menos dos sets en 24 horas;
- debe identificarse un microorganismo clasificado como comensal cutáneo;
- y ese microorganismo debe aparecer únicamente en uno de los sets de la serie.
Esto es importante porque un único set obtenido en 24 horas no puede utilizarse de la misma manera para calcular la tasa de contaminación: no existe una muestra independiente con la que comparar el resultado.
2. El denominador: no son “todos los frascos”
Aquí aparece uno de los errores metodológicos más frecuentes.
El denominador de la tasa principal propuesta por el CDC es el número total de sets elegibles, no el número de frascos individuales.
Recordemos:
- un frasco aerobio + un frasco anaerobio procedentes de una misma venopunción suelen constituir un set;
- dos sets implican habitualmente dos venopunciones;
- cuatro frascos no equivalen necesariamente a cuatro muestras independientes.
Por tanto:
n.º de sets elegibles clasificados como probable contaminación
Tasa de contaminación (%) = ─────────────────────────────────────────────────────────────── × 100
n.º total de sets elegibles obtenidos en el periodo
Utilizar como denominador frascos, sets, episodios o pacientes produce cifras diferentes.
Por eso, cualquier informe de calidad debería indicar expresamente qué se está contando.
3. Ejemplo práctico
Imaginemos que durante un mes en Urgencias se obtienen:
- 1.000 sets elegibles;
- 32 cumplen los criterios establecidos para probable contaminación.
La tasa sería:
32 ÷ 1.000 × 100 = 3,2 %
Ese dato ya permite seguir la evolución mensual. Pero todavía no nos dice dónde está el problema. Para eso necesitamos estratificar.
4. La tasa global puede ocultar problemas locales
Supongamos que Urgencias tiene una tasa global del 2,4 %.
A primera vista puede parecer aceptable.
Pero al separar por áreas encontramos:
- boxes generales: 1,2 %;
- observación: 1,5 %;
- críticos: 2,0 %;
- triaje/consulta rápida: 5,8 %.
La media global estaba ocultando una zona concreta con un problema importante.
El CDC recomienda precisamente utilizar los resultados para identificar oportunidades de mejora y propone compartir informes estratificados por localización asistencial y personal que realiza la extracción.
5. Analizar por área asistencial
En un servicio de Urgencias puede ser útil comparar:
- triaje;
- boxes generales;
- críticos;
- observación;
- área de corta estancia;
- pediatría, si se analiza por separado;
- o cualquier circuito con técnicas y personal diferenciados.
Esto puede revelar diferencias relacionadas con:
- presión asistencial;
- espacio físico;
- disponibilidad de material;
- utilización frecuente de vías previamente canalizadas;
- formación del personal;
- o cumplimiento del procedimiento.
Una tasa elevada concentrada en una única zona sugiere un problema de proceso local, no necesariamente de todo el servicio.
6. Analizar por turno
También puede ser útil comparar:
- mañana;
- tarde;
- noche;
- fines de semana;
- o periodos de máxima presión asistencial.
Pero aquí debemos ser prudentes.
Si el turno de noche obtiene muchos menos hemocultivos que el de mañana, comparar únicamente porcentajes puede producir interpretaciones inestables.
Siempre deben mostrarse también los números absolutos y el tamaño del denominador.
Por ejemplo:
4 contaminaciones de 50 sets = 8 %
no tiene el mismo peso estadístico que:
40 contaminaciones de 500 sets = 8 %
La tasa es idéntica, pero la precisión de la estimación no lo es.
7. Analizar por profesional o equipo
Este análisis puede ser extraordinariamente útil, pero también debe manejarse con cuidado.
El CDC contempla la posibilidad de estratificar los resultados por personal de extracción, por ejemplo:
- enfermería;
- equipos de flebotomía;
- otros grupos profesionales.
En algunos centros puede incluso analizarse por profesional individual, siempre que:
- exista un volumen suficiente de extracciones;
- los datos se utilicen con finalidad de mejora;
- se ajusten por contexto cuando sea necesario;
- y no se conviertan en un sistema punitivo.
La utilidad real está en detectar patrones.
Por ejemplo:
tasas sistemáticamente elevadas en un grupo concreto → revisar técnica, formación, material y condiciones de trabajo.
Una tasa individual basada en tres extracciones no permite extraer ninguna conclusión razonable.
8. Analizar por técnica utilizada
Este análisis es especialmente interesante cuando queremos saber qué práctica está generando contaminación.
Podemos comparar, por ejemplo:
- venopunción periférica;
- extracción desde vía periférica recién canalizada;
- extracción desde catéter previamente utilizado;
- sistema cerrado;
- jeringa;
- utilización o no de dispositivo de desviación inicial;
- extracción realizada por personal general frente a equipo especializado.
El CDC recomienda documentar de forma explícita el método de extracción, el punto anatómico, el profesional y la localización asistencial precisamente porque estas variables permiten posteriormente analizar la calidad del proceso.
Si no recogemos esos datos en el momento de la extracción, después será imposible identificar qué técnica está asociada a una tasa mayor.
9. La tasa de contaminación no debe analizarse sola
Aquí aparece el segundo indicador clave:
El objetivo <3 %: útil, pero no una verdad biológica
Durante años, una tasa de contaminación de hemocultivos inferior al 3 % se ha utilizado como referencia de calidad.
La cifra aparece repetidamente en protocolos, documentos de laboratorio y programas de mejora y ha terminado funcionando casi como una regla:
<3 % = aceptable
>3 % = problema
Pero conviene entender de dónde procede ese umbral y, sobre todo, qué significa realmente.
¿De dónde sale el 3 %?
El límite clásico de ≤3 % no procede de un punto biológico a partir del cual la contaminación cambie de naturaleza.
Se estableció históricamente a partir de datos de numerosos laboratorios clínicos y de recomendaciones de sociedades científicas y organismos de calidad. Estudios de referencia publicados a finales de los años noventa y principios de los 2000 mostraban medianas de contaminación aproximadamente entre el 2 % y el 3 %, y esa cifra terminó consolidándose como benchmark de práctica aceptable.
La revisión sistemática de la American Society for Microbiology publicada en 2024 señala expresamente que el límite de ≤3 % se ha utilizado ampliamente, pero que su fundamento procede en buena medida de opinión experta, encuestas y benchmarks históricos, más que de la demostración de que el 3 % constituya un umbral clínico óptimo.
Por tanto: el 3 % es un estándar histórico de calidad, no una frontera biológica.
Estar por debajo del 3 % no significa que no exista margen de mejora
Supongamos que un servicio mantiene durante varios meses una tasa del 2,8 %.
Formalmente está por debajo del objetivo clásico.
Pero eso no significa necesariamente que su proceso de extracción sea excelente.
La revisión de la ASM de 2024 analizó 49 estudios con casi un millón de observaciones. Después de diferentes intervenciones para reducir la contaminación:
- aproximadamente el 75 % de los centros alcanzaron tasas inferiores al 3 %;
- algo más del 60 % consiguieron tasas inferiores al 2 %;
- y alrededor del 29 % llegaron a tasas inferiores al 1 %.
Estos datos muestran algo importante:
en muchos entornos es posible mejorar considerablemente más allá del 3 %.
Por eso, algunos programas de calidad han empezado a considerar objetivos del 1–2 %, especialmente cuando disponen de procedimientos muy estandarizados y sistemas específicos de prevención de la contaminación.
¿Deberíamos entonces exigir siempre <1 %?
Tampoco.
Pasar del dogma del 3 % al dogma del 1 % sería cometer el mismo error.
La propia ASM advierte de que una tasa ≤1 % puede ser alcanzable en servicios con muy buenos resultados y utilizarse como objetivo aspiracional, pero no necesariamente es factible en todos los contextos.
Hay varias razones.
La tasa observada depende de:
- la población atendida;
- el número de hemocultivos obtenidos;
- cómo se define contaminación;
- qué microorganismos se incluyen;
- el número de sets por episodio;
- el método de extracción;
- la presencia de catéteres y dispositivos;
- y la propia metodología utilizada para calcular el indicador.
Además, existe una dificultad inevitable: algunos episodios clasificados mediante criterios de laboratorio como contaminación pueden corresponder realmente a bacteriemias transitorias o verdaderas difíciles de distinguir de forma automática. Esto puede imponer un límite práctico a lo que puede conseguirse incluso con una técnica excelente.
Dos servicios con un 2 % pueden no estar haciendo lo mismo
Imaginemos dos Urgencias:
Servicio A: 2,0 % de contaminación
Servicio B: 2,0 % de contaminación
La cifra es idéntica.
Pero en el primero:
- casi todos los pacientes tienen dos sets;
- las muestras proceden de venopunciones independientes;
- existe control de volumen;
- la técnica está estandarizada;
- y la tasa se calcula con criterios estrictos.
En el segundo:
- existe una elevada proporción de single sets;
- se extrae frecuentemente desde accesos previamente utilizados;
- no se registra el volumen;
- y la definición de contaminación es diferente.
Los dos muestran “2 %”.
No están necesariamente ofreciendo la misma calidad.
Por eso, una tasa aislada nunca debería interpretarse fuera del contexto del proceso que la genera.
La comparación entre hospitales también puede ser engañosa
Antes de comparar tasas debemos preguntarnos:
¿están midiendo exactamente lo mismo?
Si un centro incluye determinados microorganismos como contaminantes y otro no, las tasas serán diferentes.
Si uno utiliza como denominador los sets y otro los episodios, tampoco serán directamente comparables.
Si uno excluye extracciones con un único set y otro las incorpora, nuevamente estaremos comparando indicadores distintos.
El informe de la ASM sobre medición de contaminación insiste precisamente en la necesidad de que cada institución acuerde previamente:
- qué microorganismos incluir;
- qué definición utilizar;
- cuál será el denominador;
- y qué criterios se aplicarán de forma consistente.
Por eso, el benchmark solo es útil cuando la metodología es suficientemente comparable.
Es más útil pensar en tendencia que en una cifra aislada
Desde el punto de vista de mejora de calidad, probablemente sea más informativo preguntar:
“¿Estamos contaminando menos que hace seis meses?”
que limitarse a:
“¿Estamos por debajo del 3 %?”
Por ejemplo:
4,7 % → 3,8 % → intervención → 2,9 % → 2,1 % → 1,7 %
Esa serie muestra una mejora real del proceso.
En cambio:
2,9 % → 2,8 % → 2,9 % → 2,8 %
puede cumplir durante años el objetivo clásico sin que exista ninguna estrategia activa para mejorar.
El objetivo debería ser alcanzar la tasa más baja razonablemente posible de forma sostenible, manteniendo simultáneamente una correcta obtención de sets y suficiente volumen de sangre.
Tampoco podemos mejorar la tasa a costa de dejar de cultivar
Existe además una paradoja.
Un servicio podría reducir aparentemente su contaminación si empieza a solicitar menos hemocultivos o a obtener sistemáticamente un único set.
La tasa podría mejorar.
La calidad asistencial, no.
Por eso, como vimos en el apartado anterior, la contaminación debe interpretarse junto con otros indicadores:
tasa de contaminación + single-set rate + volumen adecuado + método de extracción.
Reducir una cifra no puede ser el objetivo si para conseguirlo empeoramos otro componente esencial del diagnóstico.
Entonces, ¿qué objetivo debería utilizar un servicio?
No existe una cifra única adecuada para todos los centros.
Una estrategia razonable es:
- establecer una definición estable de contaminación;
- conocer la tasa basal del servicio;
- utilizar el ≤3 % como referencia histórica inicial;
- comparar los resultados con centros y estudios metodológicamente similares;
- introducir medidas de mejora cuando exista margen;
- y reducir progresivamente el objetivo si el servicio demuestra que puede mantener tasas más bajas de forma sostenible.
Un servicio que mantiene de forma estable una contaminación del 0,9 % no debería considerar aceptable subir al 2,8 % simplemente porque continúa “por debajo del 3 %”.
Su propio rendimiento previo se ha convertido en un benchmark más relevante.
Idea clave:
El 3 % es una referencia histórica útil, no una ley biológica ni un objetivo final universal. Puede servir para detectar un problema evidente, pero la verdadera pregunta de calidad es más exigente: ¿cuál es la menor tasa de contaminación que nuestro servicio puede alcanzar y mantener sin comprometer la obtención adecuada de hemocultivos?
La excelencia no consiste en situarse justo por debajo de un límite.
Consiste en conocer el proceso, medirlo de forma consistente y demostrar que puede mejorar.
Initial specimen diversion: desviar la primera sangre para reducir la contaminación
Una de las estrategias más interesantes desarrolladas en los últimos años para reducir la contaminación de los hemocultivos consiste en separar y no utilizar para el cultivo la primera pequeña fracción de sangre obtenida durante la venopunción.
Es lo que se conoce como initial specimen diversion o desviación de la muestra inicial.
La lógica microbiológica es sencilla.
Durante la punción, la aguja atraviesa la piel y puede arrastrar pequeñas cantidades de material cutáneo y microorganismos hacia el interior del sistema.
Aunque la antisepsia se haya realizado correctamente, la piel no puede esterilizarse por completo.
La primera fracción de sangre obtenida es, por tanto, la que presenta mayor probabilidad de contener esos microorganismos introducidos accidentalmente durante el paso de la aguja.
Si esa primera sangre se desvía antes de llenar los frascos de hemocultivo, podemos reducir la probabilidad de que los microorganismos procedentes de la piel terminen creciendo en el cultivo.
¿Cuánta sangre se desvía?
No existe un único volumen universal.
Los diferentes dispositivos y estudios han utilizado volúmenes iniciales relativamente pequeños, generalmente en el rango aproximado de 0,15 a 1,5 ml, dependiendo del sistema empleado. Una revisión estructurada publicada en 2026 específicamente sobre hemocultivos obtenidos en servicios de Urgencias encontró precisamente este rango entre los dispositivos evaluados.
La cantidad es pequeña comparada con los aproximadamente 40 ml que intentamos obtener cuando realizamos dos sets completos en un adulto.
Pero microbiológicamente puede resultar suficiente para apartar precisamente la fracción con mayor probabilidad de contener contaminantes cutáneos.
No se trata simplemente de “tirar el primer mililitro”
Aquí conviene hacer una distinción importante.
La desviación inicial puede realizarse mediante:
- técnicas abiertas o manuales;
- sistemas específicamente diseñados para separar la primera fracción;
- y dispositivos cerrados de desviación de sangre.
No todas estas estrategias ofrecen el mismo nivel de control.
Una técnica manual puede consistir, por ejemplo, en apartar una primera pequeña cantidad de sangre antes de iniciar el llenado de los frascos.
Sin embargo, cada manipulación adicional introduce también nuevas conexiones, transferencias y posibilidades de contaminación.
Los dispositivos cerrados intentan resolver precisamente ese problema: separar la primera sangre sin abrir ni reconstruir el circuito de extracción.
¿Funciona realmente?
La evidencia disponible es bastante consistente en señalar una reducción de la contaminación.
Un metaanálisis publicado en 2023 evaluó dispositivos de desviación de sangre utilizados durante la obtención de hemocultivos. En el análisis estratificado de los estudios de mayor calidad, la venopunción con un dispositivo de desviación se asoció con una reducción significativa de la contaminación frente a la técnica convencional (OR 0,26; IC 95 %: 0,13–0,54).
Dispositivos cerrados frente a desviación manual: eficacia, seguridad, coste y aplicabilidad
La lógica de la desviación inicial es sencilla: separar la primera pequeña fracción de sangre obtenida durante la venopunción para reducir la probabilidad de que microorganismos arrastrados desde la piel alcancen los frascos de hemocultivo.
Pero esa desviación puede realizarse de formas muy diferentes.
Y ahí aparece una segunda pregunta:
¿es suficiente con apartar manualmente la primera sangre o resulta preferible utilizar un dispositivo cerrado específicamente diseñado para ello?
La respuesta no depende únicamente de la eficacia microbiológica.
También intervienen:
- la seguridad del profesional;
- el número de manipulaciones necesarias;
- la reproducibilidad de la técnica;
- el coste;
- la facilidad de implantación;
- y la capacidad del servicio para mantener el procedimiento de forma consistente.
La desviación manual: una idea sencilla, pero más dependiente de la técnica
En una estrategia manual, la primera pequeña cantidad de sangre se separa antes de comenzar a llenar los frascos de hemocultivo.
Desde el punto de vista conceptual, el mecanismo es el mismo que con un dispositivo específico:
primera sangre potencialmente más contaminada → se aparta → el resto se utiliza para el hemocultivo.
La ventaja principal es evidente.
Puede realizarse sin incorporar necesariamente un dispositivo comercial adicional y, por tanto, con un coste material directo menor.
Sin embargo, la técnica manual introduce varios puntos críticos.
Puede requerir:
- conexiones adicionales;
- cambios de recipiente;
- manipulación de jeringas;
- transferencia de sangre;
- o apertura del sistema.
Cada paso añadido crea una nueva oportunidad para:
- contaminar la muestra;
- perder sangre;
- cometer errores de volumen;
- o aumentar la exposición del profesional a sangre.
Además, su eficacia depende mucho de que todos los profesionales realicen exactamente el mismo procedimiento.
El principal problema de una técnica abierta es la variabilidad
Dos profesionales pueden aplicar el concepto de “desviar la primera sangre” de forma muy diferente.
Uno puede separar 0,2 ml.
Otro, 2 ml.
Uno puede mantener un circuito cerrado.
Otro puede desconectar y transferir.
Uno puede realizar la técnica siempre.
Otro solo cuando el acceso es fácil.
Esto introduce variabilidad de proceso.
Y desde el punto de vista de calidad, una intervención difícil de reproducir es también difícil de evaluar.
Si después disminuye la contaminación, será complicado saber:
- qué parte del cambio se debe a la desviación;
- qué volumen se desvió realmente;
- y si la técnica se aplicó de forma homogénea.
¿Qué aporta un dispositivo cerrado?
Los dispositivos específicos de desviación intentan estandarizar el procedimiento.
En lugar de depender de múltiples manipulaciones, incorporan dentro del propio sistema un compartimento o circuito que recibe la primera fracción de sangre.
Una vez completada esa desviación inicial, la sangre posterior continúa hacia los frascos de hemocultivo.
El principio es:
punción → primera fracción desviada dentro del sistema → llenado de hemocultivos
sin necesidad de reconstruir el circuito.
Las ventajas potenciales son varias:
- menor manipulación;
- menor exposición abierta
Equipos especializados, kits y bundles: cuando la mejora depende del sistema
Reducir la contaminación de los hemocultivos no depende únicamente de elegir un buen antiséptico o incorporar un dispositivo de desviación.
En muchos centros, las mejoras más sostenidas aparecen cuando se estandariza todo el proceso de extracción.
Eso puede incluir:
- personal específicamente entrenado;
- material preparado de forma uniforme;
- procedimientos escritos;
- formación práctica;
- auditoría;
- y devolución periódica de resultados.
La evidencia disponible respalda especialmente dos estrategias: la utilización de personal entrenado específicamente para obtener hemocultivos y la implantación de una técnica estandarizada. La revisión de la American Society for Microbiology encontró una reducción media de la contaminación cercana al 41 % con equipos de flebotomía entrenados y alrededor del 56 % con procedimientos estandarizados de técnica estéril.
¿Necesitamos un equipo exclusivo de flebotomía?
No necesariamente.
El concepto importante no es tanto quién lleva la etiqueta de “flebotomista”, sino que las personas que obtienen hemocultivos dispongan de:
- formación específica;
- competencia técnica;
- un procedimiento común;
- y feedback sobre sus resultados.
En muchos servicios españoles, y especialmente en Urgencias, la obtención de hemocultivos forma parte de la práctica habitual de enfermería. Por tanto, crear un equipo independiente puede no ser necesario ni realista.
La alternativa es conseguir que todo el equipo de enfermería trabaje con el mismo estándar.
La evidencia apoya precisamente el valor del entrenamiento específico y de los programas de formación y seguimiento, no únicamente la existencia de una categoría profesional determinada.
¿Qué aporta un kit estandarizado?
Un kit puede reunir en un único paquete todo lo necesario para realizar la técnica:
- antiséptico;
- material para desinfectar los septos;
- gasas;
- dispositivos de extracción;
- etiquetas;
- e incluso sistemas de desviación cuando se utilizan.
Su principal ventaja es reducir variabilidad y evitar que el profesional tenga que buscar material durante el procedimiento.
Pero el kit, por sí solo, no garantiza mejores resultados.
Una revisión sistemática previa encontró beneficios claros de la venopunción y de los equipos entrenados, mientras que los kits preenvasados, considerados aisladamente, no mostraron un efecto consistente sobre la contaminación.
Por tanto:
tener un kit ayuda a estandarizar; no sustituye a una buena técnica.
El bundle: varias medidas funcionando a la vez
En la práctica, probablemente tenga más sentido pensar en un bundle de obtención de hemocultivos.
Por ejemplo:
venopunción periférica + antisepsia correcta + secado completo + desinfección del septum + volumen adecuado + dos sets + mínima manipulación + formación + auditoría
La ventaja del bundle es que no intenta resolver la contaminación actuando sobre un único punto.
Interviene sobre varios errores posibles simultáneamente.
Y esto encaja con la conclusión de la revisión de la ASM: diferentes intervenciones pueden reducir la contaminación aproximadamente un 40–60 %, pero la forma en que se implantan determina en gran medida su éxito. Los dispositivos aislados, sin formación ni implicación del equipo, son menos eficaces.
Medir, intervenir y volver a medir
La mejora debe cerrar siempre el círculo:
medición basal → identificación del problema → intervención → nueva medición → feedback
Por ejemplo, si una Urgencia detecta:
contaminación basal: 4,5 %
puede implantar un bundle, formar al equipo y volver a analizar los resultados tres meses después.
Si la tasa desciende:
4,5 % → 2,1 %
tenemos evidencia de que el proceso probablemente ha mejorado.
Si permanece igual, habrá que investigar qué componente no se está cumpliendo o si el problema procede de otra fase.
La vigilancia estandarizada y el feedback son precisamente elementos cada vez más relevantes para poder comparar resultados y dirigir los recursos hacia los puntos donde realmente se producen las contaminaciones.
La clave no es buscar al culpable
Una tasa elevada de contaminación no debería interpretarse automáticamente como falta de cuidado de los profesionales.
Puede reflejar:
- una técnica poco estandarizada;
- material difícil de localizar;
- procedimientos contradictorios;
- presión asistencial;
- formación insuficiente;
- diferencias entre áreas;
- o ausencia de feedback.
La pregunta útil no es:
“¿quién está contaminando?”
sino:
“¿qué parte del proceso permite que la contaminación ocurra?”
Ese cambio de enfoque convierte un problema individual en una oportunidad real de mejora de calidad.
Idea clave:
Reducir de forma sostenida la contaminación de hemocultivos requiere algo más que recordar una técnica correcta. Necesitamos: proceso estandarizado + profesionales entrenados+ materia adecuado + medición + feedback. Porque la calidad de un hemocultivo no depende únicamente de la persona que realiza una venopunción. Depende del sistema que hemos diseñado para que pueda hacerla bien.